今天我們將針對實驗動物小鼠大鼠基礎操作做詳細介紹，包括如何區分小鼠的性別？常用到編號方法有哪些？抓拿固定小鼠大鼠的手法以及涉及實驗需求不同各個部位的采血方法和動物處死方法等。
一、性別區分
小鼠和大鼠的性別區分主要依據生殖器官與肛門之間的距離、有無毛發覆蓋以及乳頭的明顯程度等特征。以下分別講解：
1、生殖器與肛門的距離：
雄性小鼠和大鼠的生殖器與肛門之間的距離較長，而雌性則較短。這一特征在幼齡仔鼠中尤為明顯，因為它們的外生殖器未成熟，需要通過觀察這些部位的距離來判斷性別。
2、毛發覆蓋情況：
雄性小鼠和大鼠在生殖器與肛門之間通常會有毛發生長，而雌性則沒有毛發覆蓋，兩者之間可以見到一條縱行的溝。
3、乳頭的明顯程度：
雌性小鼠和大鼠的乳頭比雄性更為明顯。
4、生殖器官：
雄性陰莖朝頭的方向突出，可輕輕擠壓包皮使其露出而確認。雌性較小時可見閉合的陰道口，擠壓亦可張開。
5、外觀：
在某些情況下，雄鼠可能比雌鼠體型稍大，但這并不是絕對的，因為體型大小還受到品種、年齡和營養狀況等多種因素的影響。
此外，新生小鼠和大鼠與成年鼠的性別區分可以參考以下建議：
（1）新生仔鼠：新生仔鼠的性別鑒定主要依靠外生殖器與肛門之間的距離。近者為雌性，遠者為雄性。
（2）成年鼠：成年雄鼠的陰囊明顯可見；雌鼠可見陰道開口且乳頭明顯。
需要注意的是，不同文獻對具體細節描述略有差異，但總體上一致認為生殖器與肛門之間的距離是最重要的鑒別標志。
二、編號方法
小鼠與大鼠的編號方法主要分為染色法、耳孔法和剪趾法等。以下是詳細說明：
1、染色法：
使用毛筆或棉簽蘸取不同顏色的化學藥品（如苦味酸或中性紅）涂染在小鼠特定部位的毛發上，以代表不同的編號。編號次序采用九分法原則：先左后右、由前至后。此方法適用于短期實驗的小鼠，因為時間長了染料易退掉。
2、耳孔法：
使用專用的打孔器在小鼠耳朵上打孔或剪不同的缺口，用位置和孔數進行標記。一般右耳表示個位數，左耳表示十位數。具體操作包括：右耳緣內側的小孔表示1、2、3，耳緣外側的單缺口表示4、5、6；左耳則相反。對于黑色或棕色小鼠及裸鼠，可以采取特殊的編號方法，例如雙耳無孔為1號，左耳打孔為2號，右耳打孔為3號，雙耳打孔為4號。適用于短期實驗的大小老鼠，并且需要保證編號不對動物生理或實驗反應產生影響。
3、剪趾法：
斷趾法是最常見的編號方法之一，根據對新生小鼠前肢4趾和后肢5趾的切斷位置來進行編號。應切斷其一段趾骨，不能只斷趾尖，防止傷口痊愈后辨別不清楚。此方法常用于出生7天內的小鼠，并且需要在小仔5-7日齡內進行斷趾。
三、抓拿固定
小鼠：?習慣用右手的同學，建議使用右手抓住小鼠尾部，將其提起并放在鼠籠鐵紗網上或粗糙物上。在小鼠向前掙脫時，用左手的拇指和食指抓住其頸部皮膚，并以左手的小指和掌部夾住其尾部?？粘龅挠沂诌M行后續實驗，習慣用左手的同學則相反操作。
大鼠：習慣用右手的同學，建議戴上防護手套，用右手抓住大鼠尾巴中部提起，左手按住背部皮膚?？墒褂檬中g臺固定，將大鼠四肢放入手術臺松緊環內，收緊環扣以固定?？粘龅挠沂诌M行后續實驗，習慣用左手的同學則相反操作。
注意事項：
1、在整個過程中應保證人身和動物的安全，避免粗暴動作，防止動物咬傷或造成應激反應。
2、捉拿和固定時要膽大心細，不可粗暴對待動物。
3、小鼠尾巴的尾端容易斷裂，抓小鼠應抓尾巴中部或根部。
4、大鼠的門齒很長，在抓取方法不當而受到驚嚇或激怒時易將操作者手指咬傷，所以，取用時應輕輕抓住其尾巴后提起。
四、采血
實驗動物的采血是動物實驗中常見的操作，其方式多種多樣，應根據具體實驗需求和動物福利原則選擇合適的采血方式。以下以小鼠、大鼠為例講述實驗動物的采血方式：
1、尾尖采血
這是最常用且操作簡便的方法之一。首先將小鼠固定并暴露其尾巴，通常將其浸泡在40-50℃的溫水中幾分鐘或用酒精棉球擦拭鼠尾，使血管充盈。然后用無菌手術刀快速剪去尾尖1-2mm，血液會自然流出。
2、摘眼球采血
用左手拇指、食指和中指抓取小鼠的頸部頭皮，小指和無名指固定尾巴。輕壓需要摘取的眼部皮膚，使眼球充血突出。用眼科剪剪去小鼠的胡須，防止血從胡須處留下引起溶血。用眼科彎鑷夾取眼球并快速摘取，并使血液從眼眶內流入0.5ml EP管中。
3、眼眶靜脈叢采血：
此方法適用于多次重復采血，具有成功率高、死亡率低的優點。但需要注意的是，該方法不能采集到無菌的血樣，因為血液中可能混有眼窩內的組織液和腺體分泌物。采血后需要一定的組織修復時間，一般兩次采血間隔應為10-14天。
4、心臟采血：
這種方法較為復雜，需要將小鼠麻醉后仰臥固定于動物臺上，剪去胸前區被毛，皮膚消毒。使用4-5號針頭的注射器在左側第3-4肋間心搏動最強處進針刺入心臟，緩慢回抽針筒以獲取血液樣本。
5、頸靜脈采血：
無需麻醉，直接從穿刺點進針采集血液。此方法要求操作者技術嫻熟，并且由于動物未麻醉和相應的器械固定，動物容易掙扎，增加進針難度。
6、隱靜脈采血：
常用于少量血液采集，無需麻醉。待動物固定后，在后腿外側區域剃毛后暴露采血點，用采血針刺入即可獲得血液樣本。
7、頜下靜脈叢采血：
這是一種快速、簡單且人性化的小鼠采血方法，通過面部進針點采集血液。該方法保證順利采集實驗血樣的基礎上將對動物的影響降到最低。
注意事項：
（1）操作迅速、輕柔，避免對動物造成不必要的傷害。
（2）確保每次采血前后都進行適當的止血措施，以防止出血過多。
（3）尾尖在長期反復取血的情況下，應先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。
（4）盡量在滿足實驗要求的基礎上選擇簡單易行且對動物傷害較小的采血方法。
五、處死
小鼠與大鼠的處死方法多種多樣，但主要可以歸納為以下幾種：
1、頸椎脫臼法：
這是大鼠和小鼠最常用的處死方法。即使用外部力量使動物的頸椎脫臼，從而導致脊髓與腦髓斷開，使動物迅速失去生命體征。
詳細步驟如下：
（1）先將大、小鼠麻醉。
（2）用右手抓住鼠尾根部并將其提起，放在鼠籠蓋或其他粗糙面上。用左手固定枕寰關節。
（3）右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，快速使枕寰關節脫臼。
（4）脊髓與腦干斷離，動物立即死亡。
2、二氧化碳窒息法：
將小鼠或大鼠放入盛有二氧化碳氣體的容器中，通過替換氧氣達到窒息效果。因其使用簡便、危害小、低成本等優點被廣泛應用于小型動物的安樂死。對于犬、豬等大型動物，暴露于不斷增加濃度的二氧化碳下會引發嚴重的掙扎和痛苦，因此不適用于這些動物。
詳細步驟如下：
（1）準備干凈、透明的裝有通氣孔的密閉盒及二氧化碳鋼瓶。
（2）提供空氣或氧氣使大鼠或小鼠適應低氧的環境。
（3）持續增加CO?濃度，直到達到100%。AVMA（美國獸醫協會）要求CO?置換率為每分鐘30%-70%容器體積，以確保在引起疼痛之前，動物已失去意識。
（4）給藥后，觀察小鼠或大鼠反應。若出現呼吸或心跳停止，則二氧化碳量足夠。
（5）在動物失去生命體征后，可以通過物理方法（如氣管穿孔）確認死亡。
